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Selbstpaarung in der DNA


Ich weiß, dass sich ssRNA-Moleküle über sich selbst falten können (z. B. in t-RNA). Kann DNA dasselbe tun? Gibt es dafür ein Beispiel in der Natur?

Warum tritt dieses Phänomen bei RNA häufiger auf als bei DNA?


DNA kann Sekundärstrukturen wie RNA annehmen, der Hauptunterschied besteht darin, dass DNA normalerweise als doppelsträngige DNA vorliegt, während RNA in den meisten Fällen als einzelsträngige RNA vorliegt. Doppelsträngige DNA wird nicht ohne weiteres eine andere Konformation als die bekannte Doppelhelix annehmen, da diese stabiler ist als mögliche Strukturen, die jeder Einzelstrang alleine annehmen könnte.

Ein in der Natur vorkommendes Beispiel sind G-Quadruplexe, die beispielsweise in Telomeren vorkommen.

Es gibt auch künstlich erzeugte DNA-Enzyme (auch DNAzyme oder Desoxyribozyme genannt), die wie Ribozyme Tertiärstrukturen annehmen. Aber es sind meines Wissens keine DNA-Enzyme bekannt, die in der Natur vorkommen.


Selbstpaarung in der DNA - Biologie

Unterscheiden Sie zwischen einzigartigen oder Single-Copy-Genen und stark repetitiven Sequenzen in der nuklearen DNA.

Hochrepetitive Sequenzen (Satelliten-DNA) machen 5–45% des Genoms aus. Die Sequenzen liegen typischerweise zwischen 5 und 300 Basenpaaren pro Wiederholung und können bis zu 10 5 mal pro Genom dupliziert werden.

TOK: Hochrepetitive Sequenzen wurden früher als „Junk-DNA“ klassifiziert, was ein gewisses Maß an Vertrauen zeigt, dass sie keine Rolle spielt. Damit wird die Frage beantwortet: Inwieweit beeinflussen die bei der Suche nach Wissen verwendeten Labels und Kategorien das erworbene Wissen?

Geben Sie an, dass eukaryotische Gene Exons und Introns enthalten können.

Eukaryontische Gene enthalten kodierende Fragmente, die als Exons bekannt sind, und nicht-kodierende Fragmente, die als Introns bekannt sind. Exons sind Sequenzen von Basen, die transkribiert und translatiert werden, und Introns sind Sequenzen, die transkribiert, aber nicht translatiert werden.

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Abstrakt

Während der Aufbau amphiphiler Copolymere in Lösung intensiv untersucht wurde, ist der Aufbau von DNA-haltigen Copolymeren erst seit kurzem ein vielversprechendes neues Gebiet. DNA, ein natürliches hydrophiles Biopolymer, dessen Hybridisierungseigenschaften hochgradig vorhersagbar sind, bringt mehrere nützliche und einzigartige Eigenschaften mit sich, darunter Monodispersität, die Fähigkeit zur ortsspezifischen Funktionalisierung und Programmierbarkeit mit Watson-Crick-Basenpaarung. Die Aufnahme von DNA als Segment in das Copolymer erweitert nicht nur die aktuelle Wissensbasis im Blockcopolymeraufbau, sondern schafft auch neue Modalitäten des Aufbaus, die bereits zu neuen und technologisch nützlichen Strukturen geführt haben. In diesem Aufsatz diskutieren wir die jüngsten Fortschritte bei der Selbstorganisation von DNA-haltigen Copolymeren, darunter durch Hydrophobie angetriebene Aggregate über amphiphile Konstrukte, programmierte Aggregate, die durch DNA-Hybridisierung vermittelt werden, und Aggregate, die beide Wechselwirkungen beinhalten.


Abstrakt

Einige Proteine ​​besitzen die Eigenschaft der Selbstorganisation, die als wichtiger Mechanismus beim Aufbau supramolekularer Architekturen für zelluläre Funktionen bekannt ist. Die Fähigkeit von doppelsträngigen (ds) DNA-Molekülen zur Selbstorganisation wurde jedoch noch nicht nachgewiesen. Hier berichten wir, dass dsDNA-Moleküle auch in wässrigen Lösungen, die physiologische Konzentrationen von Mg 2+ enthalten, eine Selbstorganisation aufweisen. Wir zeigen, dass DNA-Moleküle sogar in einer Lösung aus heterogenen DNA-Spezies bevorzugt mit Molekülen gleicher Sequenz und Länge interagieren. Gekrümmte DNA und DNA mit ungewöhnlicher Konformation und Eigenschaft weisen dieses Phänomen ebenfalls auf, was darauf hinweist, dass es nicht spezifisch für gewöhnliche B-Form-DNA ist. Rasterkraftmikroskopie (AFM) zeigt direkt die zusammengesetzten DNA-Moleküle, die bei Konzentrationen von 10 nM, aber selten bei 1 nM gebildet wurden. Die Selbstorganisation ist konzentrationsabhängig. Wir vermuten, dass die Anziehungskraft, die die DNA-Selbstorganisation verursacht, in biologischen Prozessen wie der Faltung repetitiver DNA, der Rekombination zwischen homologen Sequenzen und der Synapse bei der Meiose funktionieren könnte.

Diese Studie wurde teilweise durch JSPS- und MEXT-Forschungsstipendien an T.O.

Nationales Institut für Lebensmittelforschung.

MRC-Labor für Molekularbiologie.

An wen soll die Korrespondenz gerichtet werden. E-Mail: [email protected] waseda.jp. Telefon: +81 3 5286 1520. Fax: +81 3 3207 9694.

Fakultät für Bildung und integrierte Künste und Wissenschaften und Graduate School of Science and Engineering, Waseda University.


DNA: Typen, Struktur und Funktion der DNA

Nukleinsäuren wurden erstmals von Friedrich Miescher (1869) aus Eiterzellen isoliert.

Sie wurden Nuklein genannt. Hertwig (1884) schlug Nuklein als Träger erblicher Merkmale vor. Wegen ihrer sauren Natur wurden sie Nukleinsäuren und dann Nukleinsäuren genannt (Altmann, 1899).

Fisher (1880er Jahre) entdeckte das Vorhandensein von Purin- und Pyrimidinbasen in Nukleinsäuren. Levene (1910) fand, dass Desoxyribose-Nukleinsäure sowohl Phosphorsäure als auch Desoxyribose-Zucker enthält.

Er charakterisierte vier Arten von Nukleotiden, die in der DNA vorhanden sind. 1950 stellte Chargaff fest, dass der Purin- und Pyrimidingehalt der DNA gleich war. Zu diesem Zeitpunkt hatte W. T. Astbury durch Röntgenbeugung herausgefunden, dass DNA ein Polynukleotid mit Nukleotiden ist, die senkrecht zur Längsachse des Moleküls angeordnet und durch einen Abstand von 0,34 nm voneinander getrennt sind.

1953 erhielten Wilkins und Franklin sehr feine Röntgenaufnahmen von DNA. Die Fotografien zeigten, dass die DNA eine Helix mit einer Breite von 2,0 nm war. Eine Windung der Helix war 3,4 nm mit 10 darin gestapelten Basenschichten. Watson und Crick (1953) erarbeiteten das erste korrekte Doppelhelix-Modell aus den Röntgenaufnahmen von Wilkins und Franklin. Wilkins, Watson und Crick erhielten dafür 1962 den Nobelpreis.

Watson und Crick (1953) bauten ein molekulares 3D-Modell der DNA, das alle Details aus Röntgenaufnahmen erfüllte. Sie schlugen vor, dass die DNA aus einer Doppelhelix mit zwei Ketten mit Zuckerphosphat an der Außenseite und Stickstoffbasen an der Innenseite besteht.

Die Stickstoffbasen der beiden Ketten bildeten komplementäre Paare, wobei Purin der einen und Pyrimidin der anderen durch Wasserstoffbrücken (A-T, C-G) zusammengehalten wurden. Die komplementäre Basenpaarung zwischen den beiden Polynukleotidketten wird als Kennzeichen ihres Vorschlags angesehen. Es basiert natürlich auf den frühen Erkenntnissen von Chargaff, dass A = T und С = G Ihr zweiter großer Vorschlag war, dass die beiden Ketten antiparallel mit 5’→3′ Orientierung der einen und У → 5’Orientierung der anderen sind.

Die beiden Ketten sind wie eine Strickleiter mit starren, spiralförmig verdrehten Stufen schraubenförmig verdreht. Jede Spiralwindung enthält 10 Nukleotide. Dieses Doppelhelix- oder Duplexmodell von DNA mit antiparallelen Polynukleotidketten mit komplementären Basen weist einen impliziten Mechanismus seiner Replikation und seines Kopierens auf.

Hier fungieren beide Polynukleotidketten als Matrizen, die zwei Doppelhelices bilden, jede mit einer Elternkette und einem neuen aber komplementären Strang. Das Phänomen wird als semikonservative Replikation bezeichnet. Die In-vitro-Synthese von DNA wurde 1959 von Kornberg durchgeführt.

Arten von DNA:

Das von Watson und Crick vorgeschlagene DNA-Duplex-Modell ist eine rechtshändige Spirale und wird als B-DNA (Balanced DNA) bezeichnet. Im Modell liegen die Basenpaare nahezu rechtwinklig zur Helixachse (Abb. 6.5 D). Ein weiteres rechtshändiges Duplexmodell ist A-DNA (alternative DNA). Hier hat eine einzelne Helixwindung 11 Basenpaare.

Die Basenpaare liegen 20° von der Senkrechten zur Achse entfernt. C-DNA hat 9 Basenpaare pro Spiralwindung, während in D-DNA nur 8 Basenpaare vorhanden sind. Beide sind Rechtshänder. Z-DNA (Zigzag-DNA) ist eine linksgängige Doppelhelix mit Zickzack-Rückgrat, abwechselnden Purin- und Pyrimidinbasen, einer einzelnen Windung von 45 A Länge mit 12 Basenpaaren und einer einzelnen Furche.

B-DNA ist hydratisierter und wird am häufigsten in lebenden Zellen gefunden. Es ist physiologisch und biologisch aktive Form. Es kann jedoch in andere Formen umgewandelt werden. Es ist bekannt, dass rechtshändige DNA zumindest für eine kurze Strecke vorübergehend in die linkshändige Form übergeht. Solche Veränderungen können Veränderungen in der Genexpression verursachen.

Rundschreiben und Lineare DNA:

In vielen Prokaryonten sind die beiden Enden eines DNA-Duplex kovalent verbunden, um eine zirkuläre DNA zu bilden. Die zirkuläre DNA ist nackt, dh ohne Assoziation mit Histonproteinen, obwohl Polyamine vorkommen. Bei linearer DNA sind die beiden Enden frei. Es kommt in eukaryontischen Kernen vor, wo es mit Histonproteinen assoziiert ist.

Lineare DNA ohne Assoziation mit Histonproteinen kommt auch in einigen Prokaryonten vor, z. B. Mycoplasma. In halbautonomen Zellorganellen (Mitochondrien, Plastiden) ist die DNA zirkulär, seltener linear. Es ist immer nackt.

Chargaffs Regeln:

Chargaff (1950) machte Beobachtungen an den Basen und anderen Komponenten der DNA. Diese Beobachtungen oder Verallgemeinerungen werden als Basisäquivalenzregel von Chargaff bezeichnet.

(i) Purin- und Pyrimidin-Basenpaare sind in gleicher Menge vorhanden, d. h. Adenin + Guanin = Thymin + Cytosin. [A + G] = [T + C], d. h. [A+G] / [T+C] = 1

(ii) Die molare Menge von Adenin ist immer gleich der molaren Menge von Thymin. In ähnlicher Weise wird die molare Konzentration von Guanin der molaren Konzentration von Cytosin gleichgesetzt.

[A] = [T], d. h. [A] / [T] = 1 [G] = [C], d. h. [G] / [C] = 1

(iii) Zuckerdesoxyribose und Phosphat kommen in äquimolaren Anteilen vor.

(iv) A-T-Basenpaare sind selten gleich С-G-Basenpaaren.

(v) Das Verhältnis von [A+T] / [G+C] ist variabel, aber für eine Spezies konstant (Tabelle 6.2). Es kann verwendet werden, um die DNA-Quelle zu identifizieren. Das Verhältnis ist bei primitiven Organismen niedrig und bei fortgeschrittenen höher.

Tabelle 6.2. Basenzusammensetzung von DNA aus verschiedenen Quellen:

Spezies EIN g С T A+T/C+G
1. Mann 30.4 19.0 19.9 30.1 1.55
2. Kalb 29.0 21.2 21.2 28.5 1.35
3. Weizenkeime 28.1 21.8 22.7 27.4 1.25
4. Erbse 30.8 19.2 18.5 30.5 1.62
5. Euglena 22.6 27.7 25.8 24.4 0.88
6 Escherichia coli 24.7 26.0 25.7 23.6 0.93

Struktur der DNA:

DNA oder Desoxyribonukleinsäure ist ein helixförmig verdrilltes doppelkettiges Polydesoxyribonukleotid-Makromolekül, das das genetische Material aller Organismen mit Ausnahme von Rhinoviren darstellt. In Prokaryonten kommt es in Nukleoiden und Plasmiden vor. Diese DNA ist normalerweise zirkulär. In Eukaryoten befindet sich der größte Teil der DNA im Chromatin des Zellkerns.

Es ist linear. Kleinere Mengen zirkulärer, doppelsträngiger DNA finden sich in Mitochondrien und Plastiden (Organellen-DNA). DNAs kleiner Größe kommen in Viren vor, Bakteriophage x 174 hat 5386 Nukleotide. Bakteriophage Lambda (Phage X) besitzt 48502 Basenpaare (bp), während die Anzahl der Basenpaare in Escherichia coli 4,6 x 106 beträgt. Ein einzelnes Genom (haploider Satz von 23 Chromosomen) hat beim Menschen etwa 3,3 x 10 9 bp. Einzelsträngige DNA kommt als genetisches Material in einigen Viren vor (z. B. Phagen ф x 174, Coliphagen fd, M13). DNA ist das größte Makromolekül mit einem Durchmesser von 2 nm (20 oder 2 x 10 -9 m) und oft 3 Längen in Millimetern.

Es ist aufgrund von Phosphatgruppen negativ geladen. Es ist ein langkettiges Polymer aus im Allgemeinen mehreren Hunderttausend Desoxyribonukleotiden. Ein DNA-Molekül hat zwei unverzweigte komplementäre Stränge. Sie sind spiralförmig gewickelt. Die beiden spiralförmigen DNA-Stränge werden zusammenfassend als DNA-Duplex bezeichnet (Abb. 6.5).

Die beiden Stränge sind nicht aufeinander gewickelt, sondern der gesamte Doppelstrang (DNA-Duplex) ist wie eine Seiltreppe mit massiven Stufen spiralförmig um eine gemeinsame Achse gewickelt. Aufgrund der spiralförmigen Verdrillung weist der DNA-Duplex zwei Arten von alternierenden Furchen auf, die große (22 ) und die kleine (12 ).

In B-DNA hat eine Spirale etwa 10 Nukleotide auf jedem DNA-Strang. Es nimmt einen Abstand von etwa 3,4 nm (34 Å oder 3,4吆 -9 m) ein, sodass benachbarte Nukleotide oder ihre Basen durch einen Abstand von etwa 0,34 nm (0,34吆 -9 m oder 3,4 Å) voneinander getrennt sind.

Ein Desoxyribonukleotid der DNA entsteht durch die Vernetzung der drei Chemikalien Orthophosphorsäure (H3Bestellung4), Desoxyribose-Zucker (C5h10Ö4) und einer Stickstoffbase. In der DNA kommen vier Arten von Stickstoffbasen vor. Sie gehören zu zwei Gruppen, Purinen (9-gliedrige Doppelringe mit Stickstoff an den Positionen 1,3,7 und 9) und Pyrimidinen (sechsgliedrige Ringe mit Stickstoff an den Positionen 1 und 3). DNA hat zwei Arten von Purinen (Adenin oder A und Guanin oder G) und zwei Arten von Pyrimidinen (Cytosin oder С und Thymin oder T).

Abhängig von der Art der Stickstoffbase hat die DNA vier Arten von Desoxyribonukleotiden – Desoxyadenosin-5-monophosphat (dAMP), Desoxyguaninosin-5-monophosphat (dGMP), Desoxythymidin-5-monophosphat (dTMP) und Desoxycytidin-5-monophosphat (dCMP).

Das Rückgrat einer DNA-Kette oder eines DNA-Strangs besteht aus abwechselnden Desoxyribose-Zucker- und Phosphorsäuregruppen. Die Phosphatgruppe ist durch (3 ‘—5’) Phosphodiester-Bindungen mit Kohlenstoff 5′ des Zuckerrests ihres eigenen Nukleotids und Kohlenstoff У des Zuckerrests des nächsten Nukleotids verbunden. -H von Phosphat und -OH von Zucker werden als H . eliminiert20 während jeder Esterbildung.

Die Phosphatgruppe verleiht den Nukleinsäuren Acidität, da mindestens eine ihrer Seitengruppen frei dissoziieren kann. Stickstoffbasen liegen im rechten Winkel zur Längsachse der DNA-Ketten. Sie sind durch N-glycosidische Bindungen an das Kohlenstoffatom 1 der Zucker gebunden. Pyrimidin (C oder T) ist an Desoxyribose durch sein N-Atom an Position 1 gebunden, während ein Purin (A oder G) dies durch N-Atom an Position 9 tut.

Die beiden DNA-Ketten sind antiparallel, dh sie verlaufen parallel, aber in entgegengesetzte Richtungen. In einer Kette ist die Richtung 5’→ У, während es in der gegenüberliegenden 3′ →5′ ist (Abb. 6.5). Die beiden Ketten werden durch Wasserstoffbrücken zwischen ihren Basen zusammengehalten. Adenin (A), ein Purin der einen Kette, liegt genau gegenüber Thymin (T), einem Pyramidin der anderen Kette. Ebenso liegt Cytosin (C, ein Pyrimidin) dem Guanin (G a Purin) gegenüber. Dies ermöglicht eine Art Schloss- und Schlüsselanordnung zwischen großem Purin und kleinem Pyrimidin.

Es wird durch das Auftreten von Wasserstoffbrücken zwischen den beiden verstärkt. Drei Wasserstoffbrückenbindungen treten zwischen Cytosin und Guanin (C = G) an den Positionen 1’-1’, 2′- 6′ und 6′-2′ auf. Es gibt zwei solcher Wasserstoffbrücken zwischen Adenin und Thymin (A=T), die an den Positionen 1’-3′ und 6′-4′ gebildet werden. Wasserstoffbrückenbindungen treten zwischen Wasserstoff einer Base und Sauerstoff oder Stickstoff der anderen Base auf. Da an den beiden DNA-Ketten spezifische und unterschiedliche Stickstoffbasen vorkommen, sind letztere komplementär.

Somit würde die Sequenz von beispielsweise AAGCTCAG einer Kette eine komplementäre Sequenz von TTCGAGTC auf der anderen Kette aufweisen. Mit anderen Worten, die beiden DNA-Ketten sind nicht identisch, sondern komplementär zueinander. Dies liegt an der spezifischen Basenpaarung mit einem Purin, das einem Pyrimidin gegenüberliegt. Dadurch sind die beiden Ketten 2 nm dick.

Ein Purin-Purin-Basenpaar macht es dicker, während ein Pyrimidin-Pyrimidin-Basenpaar es schmaler als 2 nm macht. Außerdem paaren sich A und С oder G und T nicht, weil sie keine Wasserstoffbrückenbindungen zwischen ihnen bilden können. Das 5′ Ende jeder Kette trägt ein Phosphatradikal, während das 3′ Ende einen Zuckerrest besitzt (З’-ОН).

Auffallende Merkmale des В-Modells der DNA von Watson und Crick:

1. DNA ist das größte Biomolekül in der Zelle.

2. DNA ist negativ geladen und rechtsdrehend.

3. Die molekulare Konfiguration der DNA ist 3D.

4. DNA hat zwei Polynukleotidketten.

5. Die beiden DNA-Ketten haben antiparallele Polarität, 5′ —> 3′ in der einen und 3′ —> 5′ in der anderen.

6. Das Rückgrat jeder Polynukleotidkette besteht aus abwechselnden Zucker-Phosphat-Gruppen. Die Stickstoffbasen ragen nach innen.

7. Stickstoffbasen von zwei Polynukleotidketten bilden komplementäre Paare, A gegenüber T und С gegenüber G.

8. Ein großes Purin steht immer einem kleinen Pyrimidin gegenüber. Dies erzeugt einen gleichmäßigen Abstand zwischen zwei Helixsträngen.

9. Adenin (A) einer Polynukleotidkette wird durch zwei Wasserstoffbrücken an Thymin (T) der gegenüberliegenden Kette gehalten. Cytosin (C) einer Kette wird ähnlich wie Guanin der anderen Kette durch drei Wasserstoffbrückenbindungen gehalten.

10. Die Doppelkette ist schraubenförmig aufgewickelt. Das Wickeln ist rechtshändig. Dieses Aufwickeln erzeugt abwechselnd kleinere und größere Rillen.

11. Die Ganghöhe der Helix beträgt 3.4 nm (34 A) mit ungefähr 10 Basenpaaren pro Windung. Der durchschnittliche Abstand zwischen zwei benachbarten Basenpaaren beträgt etwa 0,34 nm (0,34 x 10 –9 m oder 3,4 A).

12. Ebenen benachbarter Basenpaare werden übereinander gestapelt. Zusammen mit Wasserstoffbrücken verleiht die Stapelung der helikalen Struktur Stabilität.

13. DNA ist sauer. Für seine Verdichtung benötigt es basische (Histon-)Proteine. Die Histonproteine ​​sind +vely geladen und besetzen die großen Furchen der DNA in einem Winkel von 30° zur Helixachse.

Sense- und Antisense-Stränge:

Beide DNA-Stränge sind nicht an der Kontrolle der Vererbung und des Stoffwechsels beteiligt. Nur einer von ihnen tut dies. Der DNA-Strang, der als Matrize für die RNA-Synthese fungiert, wird als Matrizenstrang, Minus-(-)-Strang oder Antisense-Strang bezeichnet.

Sein komplementärer Strang wird als Non-Template-Strang, Plus (+)-Strang, Sense- und Codierstrang bezeichnet. Der letztere Name wird gegeben, weil der genetische Code der DNA laut Konvention gemäß seiner Sequenz geschrieben wird.

DNA ohne Schablone, Sense (+) oder Coding Strang

DNA-Template, Antisense oder nicht kodierender oder (-) Strang

Die RNA wird auf dem 3’→5′ (-) Strang (Template/Antistrang) der DNA in 5 → 3 Richtung transkribiert.

Der Begriff Antisense wird auch im weiteren Sinne für jede Sequenz oder jeden Strang von DNA (oder RNA) verwendet, der zu mRNA komplementär ist.

Denaturierung und Renaturierung:

Die H-Brücken zwischen Stickstoffbasen zweier DNA-Stränge können aufgrund hoher Temperatur (82-90°C) oder niedrigem oder hohem pH-Wert brechen, so dass sich die beiden Stränge voneinander trennen. Es wird Denaturierung oder Schmelzen genannt. Da das A-T-Basenpaar nur 2H-Bindungen aufweist, kann der Bereich, der reich an A-T-Basenpaaren ist, leicht denaturiert (schmelzen). Diese Bereiche werden als niedrigschmelzende Bereiche bezeichnet, da sie bei vergleichsweise niedriger Temperatur denaturieren. Der an G-C-Basenpaaren reiche Bereich (hochschmelzender Bereich) ist vergleichsweise stabiler und dichter, weil drei Wasserstoffbrücken die G-C-Basen verbinden.

Diese Bereiche haben eine hohe Schmelztemperatur (Tm). Beim Schmelzen nimmt die Viskosität der DNA ab. Die denaturierte DNA neigt zur Reassoziation, d. h. die DNA-Stränge, die durch Schmelzen bei 82–90°C getrennt wurden, können reassoziieren und beim Abkühlen auf eine Temperatur von 65°C Duplex bilden. Es wird Renaturierung oder Annealing genannt.

Denaturierte oder getrennte DNA-Stränge absorbieren mehr Lichtenergie als der intakte DNA-Doppelstrang. Die erhöhte Absorption von Lichtenergie durch abgetrennte oder denaturierte DNA-Stränge wird als hyperchromatischer Effekt bezeichnet. Der Effekt wird verwendet, um zu wissen, ob DNA einzel- oder doppelsträngig ist.

DNA-Duplex besitzt Bereiche, in denen die Nukleotidsequenz in den beiden Strängen gleich, aber entgegengesetzt ist. Diese Sequenzen werden von Restriktionsendonukleasen erkannt und in der Gentechnik verwendet. Gegeben hierunter ist die Basensequenz in einem Strang (3′ → 5′) GAATTC. In anderen Strängen ist es dasselbe, wenn in Richtung 5′ → 3′ gelesen wird. Es ähnelt Palindrom-Wörtern, die sowohl in Vorwärts- als auch in Rückwärtsrichtung dieselben Wörter haben, z. B. NITIN, MALAYALAM.

Es ist die DNA mit mehreren Kopien identischer Sequenzen von Stickstoffbasen. Die Anzahl der Kopien derselben Basensequenz variiert von wenigen bis zu Millionen. DNA mit einer einzigen Kopie von Basensequenzen wird als einzigartige DNA bezeichnet. Es besteht aus funktionellen Genen. rRNA-Gene werden jedoch mehrmals wiederholt. Repetitive DNA kann im Tandem vorkommen oder mit einzigartigen Sequenzen durchsetzt sein.

Es gibt zwei Arten, stark repetitiv und mäßig repetitiv. Hochrepetitive DNA besteht aus kurzen Sequenzen von weniger als 10 Basenpaaren, die sich millionenfach wiederholen. Sie kommen in präentromeren Regionen, heterochromatischen Regionen von Y-Chromosomen und Satellitenregionen vor. Mäßig repetitive DNA besteht aus einigen hundert Basenpaaren, die mindestens 1000 Mal wiederholt werden. Es kommt in Telomeren, Zentromeren und Transposonen vor.

Tandemwiederholte Sequenzen neigen besonders dazu, während der Chromosomenpaarung Fehlausrichtungen zu unterliegen, und daher neigt die Größe von Tandemclustern dazu, hochgradig polymorph zu sein, mit großen Variationen zwischen den Individuen. Kleinere Cluster solcher Sequenzen können verwendet werden, um einzelne Genome in der Technik des „DNA-Fingerprintings“ zu charakterisieren.

Es ist der Teil der repetitiven DNA, der lange repetitive Nukleotidsequenzen hintereinander aufweist, der bei der Dichte-Ultrazentrifugation eine separate Fraktion bildet. Abhängig von der Anzahl der Basenpaare, die in Wiederholungsregionen involviert sind, gibt es zwei Arten von Satelliten-DNA, Mikrosatellitensequenzen (1-6 bp Wiederholungseinheiten flankiert von konservierten Sequenzen) und Minisatellitensequenzen (11-60 bp flankiert von konservierten Restriktionsstellen). Letztere sind hypervariabel und für jedes Individuum spezifisch. Sie werden zum DNA-Matching oder Fingerprinting verwendet, wie Jeffreys et al. (1985) erstmals herausfanden.

Die Anordnung der Stickstoffbasen der DNA (und ihrer Produkt-mRNA) bestimmt die Sequenz von Aminosäuregruppen in Polypeptiden oder Proteinen, die über Ribosomen gebildet werden. Eine Aminosäure wird durch die Sequenz von drei benachbarten Stickstoffbasen spezifiziert. Letzteres wird Codon genannt. Der DNA-Abschnitt, der die Synthese des vollständigen Polypeptids bestimmt, wird als Cistron bezeichnet.

In Prokaryonten hat ein Cistron eine durchgehende kodierende Sequenz von Anfang bis Ende. In Eukaryoten enthält ein Cistron nicht-kodierende Regionen, die keinen Teil des Genprodukts produzieren. Sie werden Introns genannt. Introns sind oft variabel. Die kodierenden Teile werden als Exons bezeichnet. Cistrons mit Introns werden Split-Gene genannt.

Kodierende und nichtkodierende DNA:

Abhängig von der Fähigkeit, funktionelle oder nicht-funktionelle Produkte zu bilden, hat DNA zwei Arten von Segmenten, kodierende und nicht-kodierende. In Eukaryoten ist ein größerer Teil der DNA nicht kodierend, da sie kein funktionelles Produkt bildet. Sie besitzen oft wiederholte Sequenzen oder repetitive DNA. Die meisten von ihnen haben feste Positionen.

Einige können von einem Ort zum anderen ziehen. Die beweglichen Sequenzen werden springende Gene oder Transposons genannt. In Prokaryonten ist die Menge an nicht kodierender oder nicht funktioneller DNA gering. Kodierende DNA besteht aus kodierenden DNA-Sequenzen. Dabei handelt es sich um zwei Arten – Proteincodierungssequenzen, die für alle Proteine ​​außer Histon codieren, und Nichtproteincodierungssequenzen für tRNA, rRNA und Histone.

Funktionen der DNA:

1. Genetische Informationen (Genetische Blaupause):

DNA ist das genetische Material, das alle Erbinformationen trägt. Die genetische Information ist in der Anordnung ihrer Stickstoffbasen kodiert.

DNA hat eine einzigartige Eigenschaft der Replikation oder Produktion von Kohlenstoffkopien (autokatalytische Funktion). Dies ist für den Transfer genetischer Informationen von einer Zelle zu ihren Töchtern und von einer Generation zur nächsten unerlässlich.

DNA kommt innerhalb von Chromosomen vor. Dies ist wichtig für eine gerechte Verteilung der DNA während der Zellteilung.

Während der Meiose führt das Crossing-Over zu einer neuen Kombination von Genen, die als Rekombinationen bezeichnet wird.

Veränderungen der Sequenz von Stickstoffbasen durch Addition, Deletion oder falsche Replikation führen zu Mutationen. Mutationen sind die Quelle aller Variationen und Evolutionen.

DNA erzeugt RNAs durch den Prozess der Transkription. Es ist die heterokatalytische Aktivität der DNA.

7. Zellulärer Stoffwechsel:

Es steuert die Stoffwechselreaktionen der Zellen mit Hilfe spezifischer RNAs, Synthese spezifischer Proteine, Enzyme und Hormone.

Aufgrund der unterschiedlichen Funktionen einiger spezifischer DNA- oder Genregionen werden verschiedene Teile der Organismen in Form, Größe und Funktionen differenziert.

Die DNA steuert die Entwicklung eines Organismus durch das Funktionieren einer internen genetischen Uhr mit oder ohne Hilfe von extrinsischen Informationen.

10. DNA-Fingerabdruck:

Hypervariable Mikrosatelliten-DNA-Sequenzen jedes Individuums sind unterschiedlich. Sie werden zur Identifizierung von Personen und zur Entschlüsselung ihrer Beziehungen verwendet. Der Mechanismus heißt DNA-Fingerprinting.

Defekte Vererbung kann korrigiert werden, indem anstelle von defekten richtigen Genen eingebaut werden.

Eine übermäßige Verfügbarkeit von Anti-mRNA oder Antisense-RNAs wird es den pathogenen Genen nicht erlauben, sich selbst zu exprimieren. Durch diese Technik wurde das Versagen der Angioplastie überprüft. Eine Modifikation dieser Technik ist die RNA-Interferenz (RNAi).


Materialen und Methoden

Stämme und Zellkultur

Inzuchtstämme B2086 (Paarungstyp II), CU438 (Pmr/Pmr [Paarungstyp IV, pm-s]), CU427 (Chx/Chx [Paarungstyp VI, cy-s]) und CU428 (Mpr/Mpr [Paarungstyp .) VII, mp-s]) wurden ursprünglich von Peter Bruns (Cornell University, Ithaca, NY) erhalten. Die reifen Testerstämme des Paarungstyps III und des Paarungstyps V waren F1-Nachkommen von CU427 und CU428. TKU80 homozygote Keimbahn-Knockout-Stämme wurden wie zuvor beschrieben erzeugt [23]. ΔTKU80 Stämme, die fehlten TKU80 sowohl in der Keimbahn als auch im Makronukleus wurden durch Paarung 2 TKU80 homozygote Keimbahn-Knockout-Stämme bei 30 °C. Paarungspaare wurden isoliert und 5–6 Stunden nach dem Mischen in SPP-Medium inkubiert. TKU70-1, TKU70-2, TKU80, und GFP Haarnadel-RNA-erzeugende Stämme wurden unter Verwendung von CU427 und CU428 als Elternstämme durch das zuvor beschriebene Verfahren erzeugt [40]. Die Zellen wurden wie zuvor beschrieben in axenischen Medien kultiviert [41].

Selbstuntersuchung

Subklonierte Zellen (ungefähr 2 × 10 6 Zellen) wurden gewaschen und in 10 ml 10 mM Tris-HCl-Puffer (pH 7,4) bei 30 °C ausgehungert. Tetrahymena Paarungspaare wurden in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), die 2% Paraformaldehyd enthielt, 6 Stunden nach dem Aushungern der Zellen fixiert. Das Paarungsverhältnis wurde unter einem Mikroskop (Zeiss Axio Imager Z1 Carl Zeiss, Jena, Deutschland) untersucht. Für das Massenscreening von Selfern wurden Subklone, die in Neff-Medium bis zur Sättigung gezüchtet worden waren, 50-fach in 10 mM Tris-HCl-Puffer (pH 7,4) verdünnt und bei 30 °C inkubiert. Paarungspaare wurden 12–24 Stunden nach Verdünnung untersucht. Paarungspaare wurden unter einem Seziermikroskop (Leica MZ 125 Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Deutschland) betrachtet.

MTA/MTB Analyse

Ganzzell-DNA (etwa 95 % waren makronukleäre DNA) wurde für die PCR-Analyse und Southern-Blot-Hybridisierung isoliert, wie zuvor beschrieben [42]. Zur PCR-Amplifikation des MTA und MTB C-terminale Verbindungen, wir verwendeten 1 Primer, der sich auf dem . befindet MTA (oder MTB) spezifische Region und der andere Primer auf der konstanten Region lokalisiert, wie zuvor beschrieben [10]. Zur Analyse durch Southern-Hybridisierung wurde genomische DNA durch Restriktionsenzyme verdaut und einer Elektrophorese in einem 0,8% Agarosegel unterzogen. DNA wurde auf eine Nylonmembran (IMMOBILON-NY+ Millipore, Bedford, MA) übertragen und mit Sonden, die mit Digoxigenin markiert waren, durch ein DIG High Prime DNA Labeling and Detection Starter Kit II (Roche) hybridisiert. Alle für die PCR-Reaktionen verwendeten Primer sind in der S5-Tabelle aufgeführt. Die Membran wurde zuerst in 2× Kochsalzlösung-Natriumcitrat (SSC) mit 0,1% SDS und dann in 0,5× SSC mit 0,1% SDS bei 65 °C mehrmals gewaschen. Lumineszenzsignale wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers detektiert.

Haarnadel-RNAi-Gen-Silencing (Knockdown)

Generieren TKU70-1, TKU70-2, TKU80, und GFP Knockdown-Konstrukten wurden die Regionen innerhalb der jeweiligen ORFs durch PCR amplifiziert und in den PCRII-I-Vektor mit 2 Sätzen von Restriktionsenzymstellen kloniert, wodurch 2 Kopien in invertierter Orientierung erzeugt wurden, und wurden dann in die pIBF-rDNA-Vektoren verschoben. Die Expression des invertierten Dimers wurde durch das Cadmium-induzierbare MTT1 Promotor [40]. Jedes Konstrukt wurde in Paarung umgewandelt Tetrahymena durch Elektroporation mit 10 µg Hairpin-Vektor-DNA [43]. Die Zellen wurden nach Elektroporation (ungefähr 10 Stunden nach dem Mischen) bei 30 °C in SPP-Medium überführt, gefolgt vom Ausplattieren in 96-Well-Platten (ungefähr 16 Stunden nach dem Mischen). Transformanten wurden in 120 &mgr;g/ml Paromomycin (ungefähr 28 Stunden nach dem Mischen) selektiert. Die Stilllegung wurde unter Verwendung von Cadmium (1 μg/ml) bei ungefähr 1 Spaltung (ungefähr 25 Stunden nach dem Mischen), ungefähr 16 Spaltungen und ungefähr 22 Spaltungen induziert. Zur kontinuierlichen Stummschaltung von TKU70-1PS, TKU70-2PS, und TKU80hp, die Stilllegung wurde bei 69 Spaltungen beendet, wenn die Zellen für die Selbstbildungsanalyse nach der sexuellen Reifung subkloniert wurden kontinuierliches Stilllegen von GFP, die richtige Kontrolle für normale Zellen, wurde bei 82 Spaltungen beendet, wenn die Zellen für die Selbstbildungsanalyse subkloniert wurden. Der Silencing-Effekt wurde mittels quantitativer Real-Time-PCR (qRT-PCR) analysiert. Gesamt-RNA wurde unter Verwendung eines RNA-Isolationskits (Roche) aus Zellen extrahiert. Die Erststrang-cDNA-Synthese wurde unter Verwendung des Transcriptor First Strand cDNA Synthesis Kit (Roche) und Oligo (dT)18 als Primer durchgeführt. Die qRT-PCR-Analyse wurde mit dem LightCycler Carousel-Based PCR System und LightCycler FastStart DNA Master PLUS SYBR Green I (Roche) durchgeführt. Die relativen Expressionsniveaus wurden unter Verwendung von α-Tubulin-mRNA als interne Kontrolle normalisiert. Primersequenzen sind in der S5-Tabelle aufgeführt.

Sortimentsanalyse

Einzelne Zellen wurden in einzelne Tropfen Medium auf Petrischalen subkloniert und in einer feuchten Box bei 30 °C aufbewahrt. Eine Zelle, die sich in einem Tropfen bis zur Sättigung fortpflanzt, erfordert ungefähr 13 Spaltungen. Zu diesem Zeitpunkt wurde eine einzelne Zelle erneut in einen frischen Tropfen subkloniert und die verbleibenden Zellen wurden mit Cycloheximid (25 μg/ml) oder 6-Methylpurin (15 μg/ml) zur Analyse der Arzneimittelresistenz auf Medium repliziert [44] . Die arzneimittelempfindlichen Anteile wurden in seriellen vegetativen Spaltungen untersucht und durch lineare Regression analysiert.

Paarungskompatibilitätsanalyse

Testerzellen verschiedener Paarungstypen wurden in Dryl-Medium (Na-Citrat-2H .) ausgehungert2O (2 mM), NaH2Bestellung4·H2O (1 mM), Na2HPO4 (1 mM) und CaCl&sub2;2 (1,5 mM)) [45] bei 30 °C für 5 Stunden und markiert mit 40 µg/ml NHS-Rhodamin (Thermo Fisher Scientific) in Dryls Medium für 2 Stunden. Um Selbstbildung zu vermeiden, wurden Selfer-Stämme in 50 mM Tris-HCl (pH 7,4) bei 30 °C für 7 Stunden ausgehungert. Vor dem Mischen wurden sowohl Selfer- als auch Testerzellen mit 10 mM Tris-HCl (pH 7,4) gewaschen. Die Zellen wurden 4 Stunden nach dem Mischen gesammelt und in PBS fixiert, das 2% Paraformaldehyd enthielt, gefolgt von DAPI-Färbung (100 ng/ml). Die Bilder wurden unter Verwendung eines Fluoreszenzmikroskops (Zeiss Axio Imager Z1 Carl Zeiss, Jena, Deutschland) aufgenommen. Ungepaarte Einzelzellen, die meiotische Kerne aufwiesen, wurden als Hinweis auf lose Paare gewertet, die die Paarungsreaktion (einschließlich Meiose) eingeleitet hatten, sich aber vorzeitig getrennt hatten. Sie wurden gezählt, um den Anteil der losen Paare zu bestimmen.

MTA/MTB Expressionsanalyse durch RT-PCR

Gesamt-RNA wurde aus 3 Stunden ausgehungerten Zellen unter Verwendung eines RNA-Isolationskits (Roche) extrahiert und mit DNAse behandelt, gefolgt von einer reversen Transkription in cDNA unter Verwendung von Transcriptor reverser Transkriptase (Roche) mit Oligo (dT)-Primern. Für die Untersuchung der MTAs und MTBs Expression haben wir Primer verwendet, die sich auf Exons befinden. Die Sequenzen der Primer, die bei der RT-PCR verwendet werden, sind in der S5-Tabelle aufgeführt.

IES-Elimination und Chromosomenbruchanalyse

Genomische DNA wurde aus Zellen in Konjugation, Fütterung nach Konjugation und vegetativem Wachstum gereinigt. Deletion von IESs und Chromosomenbruch wurden durch PCR-Analyse untersucht [46–48]. Die in diesen Experimenten verwendeten Primer sind aufgelistet (S5-Tabelle).

Telomer-verankerte PCR

Genomische DNA wurde aus vegetativen Zellen extrahiert, die bei verschiedenen Spaltungen gesammelt wurden. Zehn eliminierte Minichromosomen wurden durch PCR-Analyse unter Verwendung eines spezifischen Primers an einem Minichromosomende mit einem telomeren Sequenzprimer untersucht [22]. The primers used in the experiment are listed in S5 Table.


Nanotechnology Tools for the Study of RNA

2.1.3 Scaffold Design (DNA Origami)

DNA origami takes a much different approach from that of multistranded and SST design. 42 Usually, 7249-nucleotides long single-strand circular genomic DNA of M13mp18 phage is used as scaffold and hundreds of short helper strands called staples are used to fold longer scaffold into specific structure. In the folding process, scaffold DNA acts as a guide or a seed, 51 which increases the efficiency of folding and robustness to the stoichiometry of strands.

In 2006, “Smiley face” shook the DNA nanotechnology field ( Fig. 3 A). 42 Rothemund changed the rule of the game from assembling short strands motif into a large structure to fold long scaffold into specific structure. 52 The long scaffold of DNA origami is fold and hold by crossover made by staple strands. Typically, the staple strands bind to three adjacent helices, and the length is commonly 32 nucleotides, in which central 16 nucleotides bind to one helix and the remaining two parts of 8-nucleotide ends bind to the adjacent helices ( Fig. 3 B). The helical turn of DNA is usually approximated to be 3–3.5 nm in length and 3.5 nm in width. One helical turn (10.67 nucleotides) is different from that of canonical DNA (10.4 nucleotides/turn), resulting in the slightly twisted structure. Therefore, to relax the strain, usually one nucleotide is omitted every 48 nucleotides. 53 The length (about 3.5 nm) is also slightly different from that of canonical DNA (3.4 nm), which might be due to the interhelix gap presumably induced by electrostatic repulsion. Folded structures with straight edges sometimes stick together due to ππ stacking. To prevent this aggregation, single-strand 4T hairpin loops (four thymidines) are introduced to the staple strands located at the edge and corner part. If the stacking of folded DNA origami cause severe problem, one can design the edge with concavity and convexity.

Figure 3 . Scaffold design (DNA origami). (A) Smiley face structure with DNA origami method. (B) In DNA origami method, long circular single-stranded DNA (black) is folded into the desired shape by many short single-stranded DNAs (termed “Staple”), the latter typically bind to three adjacent helices, and the length is commonly 32 nucleotides, in which the central 16 nucleotides bind to one helix and the remaining two parts of 8-nucleotide ends bind to the adjacent helices. Unit pixel size is with dimensions of 3.6 × 3.5 nm.

Part A, B: adapted from Rothemund (2006), images reproduced with permission from Nature Publishing Group (NPG). 42

Folding of DNA is performed by adding a 5- to 10-fold excess of each staple strand, and by annealing the sample using PCR machine with ramp method (decrease the temperature of the sample with time) or at constant temperature. 54 Folded DNA origami can be purified by column (ultrafiltration, gel filtration), by gel electrophoresis, 55,56 or by PEG precipitation. 57,58 The yield of folding is quite high (90–95%) and the homogeneity is also high. 59

DNA origami also can be folded into 3D objects, 60,61 where the architecture is developed from a six-helix bundle (6HB) DNA nanotube. 62 In this architecture the unit length is 7 nucleotides and not 8 nucleotides. Seven nucleotides correspond exactly to 2/3 of a turn and 14 nucleotides correspond exactly to 4/3 of a turn, therefore, crossover between adjacent helix is allowed in honeycomb 6HB bundle structure, where six helices rotated 120 degrees to each other ( Fig. 4 A). These features allow connecting multiple honeycomb layers, enabling the formation of 3D objects ( Fig. 4 A). Further introduction of twist and curve, more complicated structure of gear, 63 box, 64–66 pot, 67 and sphere 68 were made ( Fig. 4 B). Recently, with the aid of graph theory and relaxation simulation, a general method of folding arbitrary polygonal digital meshes into the structure was reported, in which the design process is highly automated. 69 Thus, various types of structures could be made by scaffold design (DNA origami) methods.

Figur 4 . 3D DNA structure of Scaffold design. (A) Basic unit of scaffold designed 3D DNA structure. Cross-section (left) and side view (right) of honeycomb structure composed of six helices with sample staples using caDNAno ( http://cadnano.org/ , bottom). 60,70 See also Section 5.3 for detailed design processes. (B) Representative 3D structures such as gear and pod.

Part B: adapted from Deitz et al. (2009) (left) 63 and Han et al. (2011) (right). 67

Highly assembled structure of DNA origami is also possible. Using pole and joint approach Yin and coworkers made hexagonal prism (60 MDa, Fig. 5 A). 71 With 100-nm edges, the sizes of these structures become comparable to those of bacterial microcompartments such as carboxysomes. The joint pole termed DNA “tripod” is a 5-MDa 3-arm-junction origami tile, in which interarm angles and pole (arm) length can be controlled, so that, with the connector sequence design, many types of structures such as a tetrahedron (–20 MDa), a triangular prism (–30 MDa), a cube (–40 MDa), a pentagonal prism (–50 MDa), and a hexagonal prism (–60 MDa) can be self-assembled. In a tripod, each arm has an equal length (–50 nm) and contains 16 parallel double-helices packed on a honeycomb lattice with twofold rotational symmetry, and “struts” consisting of two double-helices support and control the angle between the two arms. The yields of tripod-assembled structures are highly dependent on the number of vertexes: 45, 24, 20, 4.2, and 0.11% for the tetrahedron, the triangular prism, the cube, the pentagonal prism, and the hexagonal prism, respectively. Dietz and coworkers took another approach to make polymerized structures with dynamic structure change. 72 Inspired by the interaction between an RNA-based enzyme ribonuclease P (RNase P) which cleaves the 5’ leader sequence for tRNA maturation and its substrate pretransfer RNA (tRNA). They used shape complementarity to assemble multiple DNA origami. In RNase P recognition, the acceptor stem and the TΨC loop of tRNA fit to the binding pocket of RNase P by a few nucleobase stacking interactions with the S domain of RNase P ( Fig. 5 B). 73 Similarly, in RNase P-inspired shape recognition method, blunt-ended double-helical DNA protrusions on one motif assume the role of the tRNA acceptor stem and corresponding concave on another motif mimic the RNase P binding pocket, and the nucleobase stacking bonds connect two motifs. 53,74–76 Upon two motifs engage, nucleobase stacking interactions occur at the double helical interface of the shape complementary protrusions and concave, but only when the helices fit correctly. Nucleobase stacking interaction method is sensitive to the concentration of counter ions, such as monovalent and divalent cations in the solution because repulsion between the negatively charged surfaces of DNA affects the equilibrium of the interaction, which allows on-off switching of the interface. All in all, without base pairing, RNase P-inspired method with nucleobase stacking bonds can build up micrometer-scale one- and two-stranded filaments and lattice, and transformable nanorobot. The merit of DNA origami is the design ability and robustness. As mentioned earlier, many types of structures have been made with high yield. In addition, long single-strand DNA scaffold can be a backbone, such that the structural rigidity to be ensured. 77 The limitation is based on the length of long scaffold. However, long scaffolds such as lambda DNA/M13 hybrid DNA scaffold (51,466 nucleotides), 78 PCR amplification-based scaffold [26 kb nucleotide fragment of lambda DNA (48,502 kb)], 79 and double strand form of lambda DNA itself 80 was used instead of M13mp18 scaffold (7,249 nucleotides). Combining these methods with higher order assemble method described previously, the limitation of scaffold may not be a problem from a practical point of view.

Abbildung 5. Higher assembled DNA structure. (A) Pole and joint approach to construct higher assembled DNA structure. A tripod is composed of one set of DNA origami structure and used as a basic unit that has three arms and binds with each other at the apical point. The structure of the end product is defined by the angle between the arms. (B) Shape-complementarity method to construct higher assembled DNA structure. (Top) DNA structure binds to its paired structure (top right) in a way that RNase P recognizes its substrate tRNA (top left). (Middle) Upon two motifs engagement, nucleobase stacking interactions occur at the double helical interface of the complementary shapes, but only upon correct fit of the helices. (Bottom) Shape-complementary interaction is highly affected by ion concentration, therefore higher assembled DNA structure, for example, nanorobot of 15 MDa, can be reversibly transformed in three different conformation states: disassembled, assembled with open arms, and assembled with closed arms, respectively, by changing the Mg 2+ concentration.

Part A: adapted from Iinuma et al. (2014). 71 Part B: adapted from Gerling et al. (2015). 72


The DNA double helix

DNA is deoxyribonucleic acid, which is the molecule of inheritance that contains all of our genes. The DNA molecule consists of two strands of nucleotides which are joined together by hydrogen bonds which form between the nitrogen bases.

The backbone of the molecule consists of deoxyribose sugars that alternate with and are attached to phosphate groups by covalent phosphodiester bonds.

The monomer of the DNA molecule is a nucleotide which consists of a sugar molecule, a phosphate group, and a nitrogen base. The base is one of four possible molecules, adenine, thymine, cytosine or guanine.

The deoxyribose is a pentose sugar which means it has five carbons present, which are numbered from 1’ to 5’. The nitrogen base links to the 1’ carbon atom of the sugar molecule and the type of bond between the two structures is a glycosidic bond.

Two nucleotides can link together by a bond which forms between the phosphate group of one and the 3’ carbon of the sugar of the second nucleotide. Several nucleotides linked together form a chain known as a polynucleotide.

The entire molecule of DNA twists to form a helical three-dimensional structure and several molecules of the nucleic acid attach to histones and are organized into chromatin material in the nucleus.

The nitrogen bases of the nucleotide

It is the sequence of the bases that make up the genes of a cell. However, some of the bases do not code for particular proteins.

The thymine and cytosine are classified as pyrimidines because they consist of a single ring structure. The purines are the adenine and guanine, which have two rings in each case.

The nitrogen bases only bond in a specific manner, namely adenine with thymine and cytosine with guanine. These are known as Chargaff’s rules, named for the scientist who first discovered that there were equal quantities of the complementary bases.

Three bonds form the connection between the cytosine and the guanine. By comparison, only two bonds form between thymine and adenine bases.

What all these bonds have in common is that they are relatively weak and break easily. This is very important because the two strands of DNA have to be able to separate for such processes as when the DNA is copied in replication, and when the transcription stage of protein synthesis takes place.

DNA repair

The DNA strand can become damaged but often the cell is able to repair the error. In some cases, cells with damaged DNA simply self-destruct through the process of apoptosis.

Damage can be due to environmental factors including UV radiation or chemicals. Various excision repair methods have been discovered that allow cells to correct mismatch errors and replace any nucleotides or bases that may be wrong.

Repair of the DNA by excision involves enzymes actually cutting out the pieces of the strand that are erroneous. Other enzymes such as polymerase can then act to replace the missing pieces, and ligase can function to fill in any other gaps that may remain in the DNA molecule.


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Wie DNA funktioniert

­DNA carries the information for making all of the cell's proteins. These pro­teins implement all of the functions of a living organism and determine the organism'­s characteristics. When the cell reproduces, it has to pass all of this information on to the daughter cells.

Before a cell can reproduce, it must first replicate, or make a copy of, its DNA. Where DNA replication occurs depends upon whether the cells is a prokaryotic or a eukaryote (see the RNA sidebar on the previous page for more about the types of cells). DNA replication occurs in the cytoplasm of prokaryotes and in the nucleus of eukaryotes. Regardless of where DNA replication occurs, the basic process is the same.

The structure of DNA lends itself easily to DNA replication. Each side of the double helix runs in opposite (anti-parallel) directions. The beauty of this structure is that it can unzip down the middle and each side can serve as a pattern or template for the other side (called semi-conservative replication). However, DNA does not unzip entirely. It unzips in a small area called a replication fork, which then moves down the entire length of the molecule.

  1. Ein Enzym namens DNA gyrase makes a nick in the double helix and each side separates
  2. Ein Enzym namens helicase unwinds the double-stranded DNA
  3. Several small proteins called single strand binding proteins (SSB) temporarily bind to each side and keep them separated
  4. An enzyme complex called DNA polymerase "walks" down the DNA strands and adds new nucleotides to each strand. The nucleotides pair with the complementary nucleotides on the existing stand (A with T, G with C).
  5. A subunit of the DNA polymerase proofreads the new DNA
  6. Ein Enzym namens DNA ligase seals up the fragments into one long continuous strand
  7. The new copies automatically wind up again

Different types of cells replicated their DNA at different rates. Some cells constantly divide, like those in your hair and fingernails and bone marrow cells. Other cells go through several rounds of cell division and stop (including specialized cells, like those in your brain, muscle and heart). Finally, some cells stop dividing, but can be induced to divide to repair injury (such as skin cells and liver cells). In cells that do not constantly divide, the cues for DNA replication/cell division come in the form of chemicals. These chemicals can come from other parts of the body (hormones) or from the environment.

The DNA of all living organisms has the same structure and code, although some viruses use RNA as the information carrier instead of DNA. Most animals have two copies of each chromosome. In contrast, plants may have more than two copies of several chromosomes, which usually arise from errors in the distribution of the chromosomes during cell reproduction. In animals, this type of error usually causes genetic diseases that are usually fatal. For some unknown reasons, this type of error is not as devastating to plants.